Изучены спектрально-флуоресцентные и фотохимические свойства полиметиновых красителей анионного 3,3’-ди(g-сульфопропил)-4,5,4’,5’-дибензо-9-этилтиакарбоцианин-бетаина (ДЭЦ) и катионных 3,3’,9-триметилтиакарбоцианина (Cyan 2), 3,3'-ди(b-гидрокси)-9-метилтиакарбоцианина, 3,3'-ди(b-гидрокси)-5,5’-диметокси-9-этилтиакарбоцианина в присутствии биологически важных поверхностно-активных веществ (ПАВ) - солей желчных кислот (холатов) холата натрия (NaC), дезоксихолата натрия (NaDC) и таурохолата натрия (NaTC), а также, для сравнения, додецилсульфата натрия (SDS). При введении ПАВ в раствор ДЭЦ наблюдаются спектральные изменения, обусловленные распадом димеров красителя на цис -мономеры и цис-транс -изомеризацией образующихся мономеров. В то время как в присутствии SDS оба процесса протекают параллельно, обусловлены взаимодействием мономеров красителя с мицеллами и происходят главным образом вблизи критической концентрации мицеллообразования (ККМ), при введении возрастающих концентраций холатов распад димеров на мономеры начинается при гораздо меньших концентрациях, чем цис-транс -конверсия. При этом первый процесс завершается при концентрациях близких к ККМ вторичных мицелл холатов (ККМ2), в то время как второй происходит даже при концентрациях холатов >> ККМ2. Сделан вывод, что ДЭЦ может служить зондом, позволяющим оценить величину ККМ2; спектральные изменения ДЭЦ свидетельствуют о перестройке вторичных мицелл с ростом концентрации холатов. Наблюдается также агрегация ДЭЦ и Cyan 2 на холатах. Поскольку она происходит в области концентраций < ККМ2, матрицами для агрегации могут служить как мономерные молекулы, так и малые ассоциаты и первичные мицеллы холатов. Распад же образовавшихся агрегатов начинается при концентрациях холатов свыше ККМ2 и продолжает происходить при дальнейшем росте их концентрации. При импульсном фотолизе растворов ДЭЦ и Cyan 2 в присутствии холатов наблюдаются процессы фотоизомеризации и образования триплетного состояния красителей.
полиметиновые красители, димеры, агрегаты, соли желчных кислот (холаты), мицеллы
1. Tatikolov A.S. Polymethine dyes as spectral-fluorescent probes for biomacromolecules. J. Photochem. Photobiol. C, 2012, vol. 13, pp. 55-90.
2. Viseu M.I., Tatikolov A.S., Correia R.F., Costa S.M.B. Time evolution of monomers and aggregates of a polymethine dye probe the dynamics of model vesicles and micelles. J. Photochem. Photobiol. A, 2014, vol. 280, pp. 54-62.
3. Chibisov A.K., Prokhorenko V.I., Görner H. Effects of surfactants on the aggregation behaviour of thiacarbocyanine dyes. Chem. Phys., 1999, vol. 250, pp. 47-60.
4. Tatikolov A.S., Costa S.M.B. Effects of normal and reverse molecular environment on the spectral properties, isomerization and aggregation of a hydrophilic cyanine dye. Chem. Phys. Lett., 2001, vol. 346, pp. 233-240.
5. Tatikolov A.S., Costa S.M.B. Photophysics and photochemistry of hydrophilic cyanine dyes in normal and reverse micelles. Photochem. Photobiol. Sci., 2002, vol. 1, pp. 211-218.
6. Sidorowicz A., Mora C., Jabłonka S., Poła A., Modrzycka T., Mosiadz D., Michalak K. Spectral properties of two betaine-type cyanine dyes in surfactant micelles and in the presence of phospholipids. J. Mol. Struct., 2005, vol. 744-747, pp. 711-716.
7. Mukhopadhyay S., Maitra U. Chemistry and biology of bile acids. Curr. Sci., 2004, vol. 87, pp. 1666-1683.
8. Li G., McGown L.B. Model for bile salt micellization and solubilization from studies of a “polydisperse” array of fluorescent probes and molecular modeling. J. Phys. Chem., 1994, vol. 98, pp. 13711-13719.
9. Matsuoka K., Moroi Y. Micelle formation of sodium deoxycholate and sodium ursodeoxycholate (Part 1). Biochim. Biophys. Acta, 2002, vol. 1580, pp. 189-199.
10. Ninomiya R., Matsuoka K., Moroi Y. Micelle formation of sodium chenodeoxycholate and solubilization into the micelles: comparison with other unconjugated bile salts. Biochim. Biophys. Acta, 2003, vol. 1634, pp. 116-125.
11. Matsuoka K., Suzuki M., Honda C., Endo K., Moroi Y. Micellization of conjugated chenodeoxy- and ursodeoxycholates and solubilization of cholesterol into their micelles: comparison with other four conjugated bile salts species. Chemistry and Physics of Lipids, 2006, vol. 139, pp. 1-10.
12. Djavanbakht A., Kale K.M., Zana R. Ultrasonic absorption and density studies of the aggregation in aqueous solutions of bile acid salts. J. Coll. Interf. Sci., 1977, vol. 59, pp. 139-148.
13. Lindman B., Kamenka N., Fabre H., Ulmius J., Wieloch T. Aggregation, Aggregate Composition, and Dynamics in Aqueous Sodium Cholate Solutions. J. Coll. Interf. Sci., 1980, vol. 73, pp. 556-565.
14. Carey M.C., Small D.M. Micellar properties of dihydroxy and trihydroxy bile salts: effects of counterion and temperature. J. Coll. Interf. Sci., 1969, vol. 31, pp. 382-396.
15. Mishra S.S., Subuddhi U. Spectroscopic investigation of interaction of Nile Blue A, a potent photosensitizer, with bile salts in aqueous medium. J. Photochem. Photobiol. B, 2014, vol. 141, pp. 67-75.
16. Mukerjee P., Moroi Y., Murata M., Yang A.Y.S. Bile salts as atypical surfactants and solubilizers. Hepatology, 1984, vol. 4, pp. 61S-65S.
17. Anachkov S.E., Danov K.D., Basheva E.S., Kralchevsky P.A., Ananthapadmanabhan K.P. Determination of the aggregation number and charge of ionic surfactant micelles from the stepwise thinning of foam films. Adv. Coll. Interf. Sci., 2012, vol. 183-184, pp. 55-67.
18. Matsuoka K., Maeda M., Moroi Y. Micelle formation of sodium glyco- and taurocholates and sodium glyco- and taurodeoxycholates and solubilization of cholesterol into their micelles. Colloids and Surfaces B, 2003, vol. 32, pp. 87-95.
19. Акимкин Т.М., Татиколов А.С., Ярмолюк С.М. Спектрально-флуоресцентное изучение взаимодействия цианиновых красителей Cyan 2 и Cyan 45 с ДНК. Химия высоких энергий, 2011, т. 45, с. 252-259. [Akimkin T.M., Tatikolov A.S., Yarmoluk S.M. Spectral and fluorescent study of the interaction of cyanine dyes Cyan 2 and Cyan 45 with DNA. High Energy Chem., 2011, vol. 45, pp. 222-228. (In Russ.)]
