ВЛИЯНИЕ АМИЛОИДНЫХ ФИБРИЛЛ ИЗ ЛИЗОЦИМА НА СОСТОЯНИЕ ЛИПИДНОГО БИСЛОЯ ЛИМФОЦИТОВ ЧЕЛОВЕКА В УСЛОВИЯХ ОКИСЛИТЕЛЬНОГО СТРЕССА IN VITRO
Аннотация и ключевые слова
Аннотация (русский):
В данной работе изучено влияние амилоидных фибрилл из лизоцима на физико-химическое состояние липидного бислоя мембран лимфоцитов человека в условиях окислительного стресса. Для моделирования окислительного стресса в клетках использовали трет-бутилгидроперекись (t-BHP) в конечной концентрации 1 мМ. Об изменении физико-химического состояния липидного бислоя мембран лимфоцитов человека судили по параметрам флуоресценции липофильных зондов (ТМА-ДФГ, лаурдан и пирен) встраиваемых в липидный бислой мембран клеток на различной глубине. Генерацию АФК определяли с помощью флуоресцентного зонда CM-H2DCFDA. О процессах перекисного окисления липидов (ПОЛ) в мембранах клеток судили по концентрации малонового диальдегида (МДА). Полученные результаты позволяют сделать вывод о том, что образованные на основе лизоцима амилоидные фибриллы вызывают модификацию липидного бислоя мембран лимфоцитов человека, проявляющуюся в изменении параметров флуоресценции липофильных зондов, встроенных в мембрану клеток, и процесса ПОЛ в ней. С другой стороны, амилоидные фибриллы при краткосрочном воздействии на лимфоциты не приводят к генерации АФК в них, но способны усиливать окислительный стресс, вызванный t-BHP. Таким образом, окислительный стресс, вызванный воздействием t-BHP, усиливается в присутствии амилоидных фибрилл, полученных из лизоцима.

Ключевые слова:
амилоидные фибриллы, лизоцим, лимфоциты, микровязкость липидного бислоя, окислительный стресс
Текст
Текст произведения (PDF): Читать Скачать
Список литературы

1. Chiti F., Dobson C.M. Protein Misfolding, Amyloid Formation, and Human Disease: A Summary of Progress Over the Last Decade. Annu. Rev. Biochem, 2017, vol. 86, no. 35, pp. 1-35.42

2. Мальцев А.В., Галзитская О.В. Образование и участие нано-амилоидов в патогенезе болезни Альцгеймера и других амилоидогенных заболеваний. Биомедицинская химия, 2010, т. 56, вып. 6, с. 624-638.

3. Tycko R., Wickner R.B. Amyloid structure: conformational diversity and consequences. Acc. Chem. Res., 2013, vol. 46, pp. 1487-1496.

4. Fitzpatrick A.W., et al. Atomic structure and hierarchical assembly of a cross-β amyloid fibril. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2013, vol. 110, pp. 5468-5473.

5. Steensma D.P. “Congo” red. Arch. Pathol. Lab. Med., 2001, vol. 125, pp. 250-252.

6. Alberti S., et al. A systematic sutvey identifies prions and illuminates sequence features of prionogenic proteins. Cell, 2009, vol. 137, pp. 146-158.

7. Нижников А.А., Антонец К.С., Инге-Вечтомов С.Г. Амилоиды: от патогенеза к функции. Биохимия, 2015, т. 80, вып. 9, с. 1356-1375.

8. LeVine H. 3rd Thioflavine T interaction with synthetic Alzheimer's disease beta-amyloid peptides: detection of amyloid aggregation in solution. Protein Sci., 1993, vol. 2, no. 3, pp. 404-410.

9. Krebs M.R., Bromley E.N., Donald A.M. The binding of thioflavin-T to amyloid fibrils: localisation and implications. J. Struct Biol., 2005, no. 149 (1), p. 30-7.

10. Huang B., He J., Ren J., Yan X.Y., Zeng C.M. Cellular membrane disruption by amyloid fibrils involved intermolecular disulfide cross-linking. Biochemistry, 2009, vol. 48 (25), pp. 5794-800. DOI:https://doi.org/10.1021/bi900219.

11. Kubánková M., López-Duarte I. Kiryushko D., Kuimova M.K. Molecular rotors report on changes in live cell plasma membrane microviscosity upon interaction with beta-amyloid aggregates. Soft Matter, 2018, vol. 14 (46), pp. 9466-9474. DOI:https://doi.org/10.1039/c8sm01633j.

12. Díaz M., Fabelo N., Martín V., Ferrer I., Gómez T., Marín R. Biophysical alterations in lipid rafts from human cerebral cortex associate with increased BACE1/AβPP interaction in early stages of Alzheimer's disease. J. Alzheimers Dis., 2015, vol. 43 (4), pp. 1185-98. DOI:https://doi.org/10.3233/JAD-141146.PMID: 25147112.

13. Harris F.M., Best K.B., Bell J.D. Use of laurdan fluorescence intensity and polarization to distinguish between changes in membrane fluidity and phospholipid order. Biochim Biophys Acta., 2002, vol. 1565 (1), pp. 123-128.

14. Wojtala A., Bonora M., Malinska D., Pinton P., Duszynski J., Wieckowski M.R. Methods to Monitor ROS Production by Fluorescence Microscopy and Fluorometry. Methods in enzymology, 2014, vol. 542, pp. 243-262. DOI:https://doi.org/10.1016/B978-0-12-416618-9.00013-3.


Войти или Создать
* Забыли пароль?