Аналоги оснований относятся к мощным антиметаболитам и опасным мутагенам, образующимся эндогенно в условиях окислительного стресса, воспаления и аберрантного синтеза нуклеотидов. Инозин трифосфатпирофосфогидролаза человека (ITPA) гидролизует трифосфаты неканонических пуриновых оснований (ИТФ, дИТФ, XТФ, дХТФ) и, таким образом, регулирует пул нуклеотидов и защищает клетки от повреждений ДНК. Полиморфная аллель с.94C>A, характеризующаяся заменой Р32Т, приводит к утрате ферментативной активности в эритроцитах и накоплению ИТФ. Мутантная аллель P32T-ITPA ассоциирует с неблагоприятной реакцией на пуриновые аналоги, используемые в качестве препаратов при трансплантации органов, лечении рака крови и воспалительных заболеваний кишечника. Механизм инактивации мутантной формы P32T-ITPA не известен. Моделирование мутантной формы фосфогидролазы показало, что происходит ослабление связи между двумя субъединицами [1]. Действительно, согласно экспериментальным данным мутантный фермент менее стабилен, но активен in vitro [2]. Выдвинутая в литературе гипотеза о выталкивании гидрофобного остатка наружу, что служит сигналом для деградации белка [3], при моделировании мутантного фермента не подтвердилась [1]. Для понимания механизма инактивации in vivo необходимо более детальное рассмотрение молекулярных механизмов экспрессии гена. В процессе транскрипции гена происходит альтернативный сплайсинг и образование трех вариантов, причем в разных тканях пропорции этих вариантов разнятся. При белковом электрофорезе наблюдаются множественные полосы [4]. В данной работе, используя программы, определяющие потенциальные сайты химических модификаций, удалось определить сайты фосфорилирования, убиквитинирования и сумоилирования. Предполагается, что химические модификации участвуют в регуляции локализации белка и его активности. Полученные результаты позволяют планировать дальнейшую экспериментальную проверку наличия модифицированных форм и моделирование влияния химических модификаций на активность фермента.
однонуклеотидный полиморфизм гена ITPA, аллельная форма инозин трифосфатпирофосфогидролаза Р32Т-ITPA, компьютерное моделирование, потенциальные сайты химических модификаций
1. Dushanov E.B., Koltovaya N.A. Effect of substitution Pro32Thr on the interaction between dimer subunits of human phosphatase ITPA. Current Enzyme Inhibition, 2019, vol. 15, iss. 1, pp. 46-54. DOI: 10.2174/ 1573408015666190327174841.
2. Stepchenkova E.I., Tarakhovskaya E.R., Spitler K., Frahm C., Menezes M.R., Simone P.D., Kolar C., Marky L.A., Borgstahl G.E., Pavlov Y.I. Functional study of the P32T ITPA variant associated with drug sensitivity in humans. Journal of Molecular Biology, 2009, vol. 392 (3), pp. 602-613.
3. Simone P.D., Struble L.R., Kellezi A., Brown C.A., Grabow C.E., Khutsishvili I., Marky L.A., Pavlov Y.I., Borgstahl G.E.O. The human ITPA polymorphic variant P32T is destabilized by the unpacking of the hydrophobic core. Journal of Structural Biology, 2013, vol. 182, pp. 197-208.
4. Waisertreiger I.S.-R., Menezes M.R., Randazzo J., Pavlov Y.I. Elevated levels of DNA strand breaks induced by a base analog in the human cell line with the P32T ITPA variant. Journal of Nuclear Research, 2010. DOI:https://doi.org/10.4061/2010/872180.
5. Vanderheiden B.S. ITP pyrophosphohydrolases and IDP phosphohydrolase in rat tissue. The Journal of Cellular Physiology, 1975, vol. 86, pp. 167-175.
6. Lin S., McLennan A.G., Ying K., et al. Cloning, expression, and characterization of a human inosine triphosphate pyrophosphatase encoded by the ITPA gene. The Journal of Biological Chemistry, 2001, vol. 276, pp. 18695-18701.
7. Pang B., McFalline J.L., Burdis N.E., et al. Defects in purine nucleotide metabolism lead to substantial incorporation of xanthine and hypoxanthine into DNA and RNA. Proceedings of National Academy of Sciences of the USA, 2012, vol. 109, pp. 2319-2324.
8. Abolhassani N., Iyama T., Tsuchimoto D., et al. NUDT16 and ITPAplay a dual protective role in maintaining chromosome stability and cell growth by eliminating dIDP/IDP and dITP/ITP from nucleotide pools in mammals. Nucleic Acids Research, 2013, vol. 38, pp. 2891-2903.
9. Burgis N.E., Brucker J.J., Cunningham R.P. Repair system for noncanonical purines in Escherihia coli. Journal of Bacteriology, 2003, vol. 185, pp. 101-110.
10. Noslov V.N. Staak K., Shcherbakova P.V., Kozmin S.G., et al. HAM1, the gene controlling 6-N-hydroxylaminopurine sensitivity and mutagenesis in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Yeast, 1996, vol. 12, pp. 17-29.
11. Waisertreiger I.S.-R., Menezes M.R., Radazzo J., Pavlov Y.I. Elevated levels of DNA strand breaks induced by a base analog in the human cell line with the P32T ITPA variant. Journal of Nucleic Acids, 2010, vol. 2010, p. 872180.
12. Menezes M.R., Waisenrtreiger I.S.-R., Lopez-Bertoni H., Luo X., Pavlov Y.I. Pivotal role of inosine triphosphate pyrophosphatase in maintaining genome stability and the prevention of apoptosis in human cells. PLoS ONE, 2012, vol. 7, p. e32313.
13. Zamzami M.A., Duley J.A., Price G.R., et al. Inosine triphosphate pyrophosphohydrolases (ITPA) polymorphic sequence variants in adult hematological malignancy patients and possible association with mitochondrial DNA defects. Journal of Hematology and Oncology, 2013, vol. 6, p. 24.
14. Rembeck K., Waldenstrom J., Hellstrand K., et al. Variants of the inosine triphosphate pyrophosphatase gene are associated with reduced relapse risk following treatment for HCV genotype 2/3. Hepatology, 2014, vol. 59, pp. 2131-2139.
15. Jimmerson L.C., Urban T.J., Truesdale A., et al. Variant ITPA phenotypes are associated with increased ribavirin triphosphate levels. The Journal of Clinical Pharmacology, 2016. DOI:https://doi.org/10.1002/jcph.783.
16. Thompson A.J., Fellay J., Patel K., et al. Variants in the ITPA gene protect against dose reduction. Gastroenterology, 2010, vol. 139, pp. 1181-1189.
17. Shipkova M., Lorenz K., Oellerich M., Wieland E., von Ahsen N. Measurement of erythrocyte inosine triphosphate pyrophosphohydrolases (ITPA) activity by HPLC and correlation of ITPA genotype-phenotype in Caucasian population. Clinical Chemistry, 2006, vol. 52, pp. 240-247.
18. Von Ahsen N., Oellerich M., Armstrong V.W. Characterization of the inosine triphosphatase (ITPA) gene: haplotype structure, haplotype-phenotype correlation and promoter function. Therapeutic Drug Monitoring, 2008, vol. 30, pp. 16-22.
19. Burgis N.E. A disease spectrum for ITPA variation: advances in biochemical and clinical research. Journal of Biomedical Science, 2016, vol. 23, pp. 73.
20. Bierau J., Lindhout M., Bakker J.A. Pharmacogenetics significance of inosine triphosphatease. Pharmacogenomics, 2007, vol. 8, pp. 1221-1228.
21. Porta J., Kolar C., Kozmin S.G., Pavlov Y.I., Borgstahl G.E.Structure of the orthorhombic form of human inosine triphosphate pyrophosphatase. Acta Crystallogr. Sect. F Struct. Biol. Cryst.Commun., 2006, vol. 62, pp. 1076-1081.
22. Stenmark P., Kursula P., Flodin S., Gräslund S., Landry R., Nordlund P., Schüler H. Crystal structure of human inosine triphosphatase. Substrate binding and implication of the inosine triphosphatase deficiency mutation P32T. Journal of Biological Chemistry, 2007, vol. 282, pp. 3182-3187.
23. Sumi S., Marinaki A., Arenas M., et al. Genetic basis of inosine triphosphate pyrophosphohydrolase. Human Genetics, 2002, vol. 111, pp. 360-367.
24. Arenas M., Duley J., Sumi S., Sanderson J., Marinaki A. The ITPA c.94C>A and g.IVS2+21A>C sequence variants contribute to mis-splicing of the ITPA gene. Biochemica et Biophysica Acta, 2007, vol. 1772, pp. 96-102.
25. Baralle F.E., Giudice J. Alternative splicing as a regulator of development and tissue identity. Nature.Reviews Molecular Cell Biology, 2017, vol. 18, pp. 437-451.
26. Bakker J.A., Lindhout M., Habets D.D., van den Wijngaard A., Paulussen A.D., Bierau J. The effect of ITPA polymorphisms on the enzyme kinetic properties of human erythrocyte inosine triphosphatase toward its substrates ITP and 6-Thio-ITP. Nucleotides Nucleic Acids, 2011, vol. 30, pp. 39-49.
27. Burgis N.E., Cunningham R.P. Substrate specificity of RdgB protein, a deoxyribonucleoside triphosphate pyrophosphohydrolases. The Journal of Biological Chemistry, 2007, vol. 282, pp. 3531-3538.
28. Herting G., Barber K., Zappala M.R., Cunningham R.P., Burgis N.E. Quantitative in vitro and in vivo characterization of the human P32T mutant ITPase. Biochemical and Biophysical Acta, 2010, vol. 802, pp. 269-274.
29. Komander D. The emerging complexity of protein ubiquitination. Biochemical Society Transactions, 2009, vol. 37, pp. 937-953.
30. Gareau J.R., Lima C.D. The SUMO pathway: emerging mechanisms that shape specificity, conjugation and recognition. Nature Reviews Molecular Cell Biology, 2010, vol. 11, pp. 861-871.
31. Nguyen L.K., Kolch W., Kholodenko B.N. When ubiquitination meets phosphorylation: a systems biology perspective of EGFR/MAPK signaling. Cell Communication and Signaling, 2013, vol. 11, pp. 52-67.
32. Yao R., Zhang Z., An X., Bucci B., Perlstein D.L., Stubbe J., Huang M. Subcellular localization of yeast ribonucleotide reductase regulated by the DNA replication and damage checkpoint pathways. Proceedings of National Academy of Sciences of the USA, 2003, vol. 100, pp. 6628-6633.
33. An X., Zhang Z., Yang K., Huang M. Cotransport of the heterodimeric small subunit of the Saccharomyces cerevisiae ribonucleotide reductase between the nucleus and the cytoplasm. Genetics, 2006, no. 173, pp. 63-73.
34. Lee Y.D., Wang J., Stubbe J., Elledge S.J. Dif1 is a DNA-damage-regulated facilitator of nuclear import for ribonucleotide reductase. Molecular Cell, 2008, vol. 32, pp. 70-80.
35. Wu X., Huang M. Dif1 controls subcellular localization of ribonucleotide reductase by mediating nuclear import of the R2 subunit. Molecular and Cellular Biology, 2008, vol. 28, pp. 7156-7167.
36. Zhang Z., An X., Yang K., Perlstein D.L., Hicks L., Kelleher N., Stubbe J., Huang M. Nuclear localization of the Saccharomyces cerevisiae ribonucleotide reductase small subunit requires a karyopherin and a WD40 repeat protein. Proceedings of National Academy of Sciences of the USA, 2006, vol. 103, pp. 1422-1427.
37. Lee Y.D., Elledge S.J. Control of ribonucleotide reductase localization through an anchoring mechanism involving Wtm1. Genes Development, 2006, vol. 20, pp. 334-344.
38. Meurisse J., Bacquin A., Richet N., Charbonnier J.B., Ochsenbein F., Peyroche A. Hug1 is an intrinsically disordered protein that inhibits ribonucleotide reductase activity by directly binding Rnr2 subunit. Nucleic Acids Research, 2014, vol. 42, pp. 13174-13185.
