Функциональное состояние ФС II в листьях проростков пшеницы, подвергнутых комплексному действию Со2+ и фотоингибированию определяли на основании различных характеристик замедленной флуоресценции хлорофилла а (мсек ЗФ Хл а ). Воздействие Со2+ выразилось в резком падении характеристической величины мсек ЗФ Хл а реакционного центра ФС II и в более слабом блокировании донорной стороны характеризующей состояние Mn4O5Ca кластер и Yz. Реактивные формы кислорода, генерируемые в процессе фотоингибирования, блокировали также в большей мере акцепторную сторону ЭТЦ ФС II. Увеличение времени адаптации наблюдалось значительное падение активности на донорной стороне ЭТЦ ФС II. Комплексное воздействие обоих факторов слабо влияло на изменение флуоресцентных характеристик, которые оставались почти на уровне действия Со2+. Показано, что адаптивные возможности фотохимических реакций, протекающих в ЭТЦ ФС II при комплексном стрессе стимулируется низкомолекулярным антиоксидантом Na-аскорбатом. Предполагается, что Na-аск играет решающую роль в защите хлоропластов от окислительного стресса посредством тушения О2¯ и *ОН1.
ФС II, ЭТЦ, Со2+, фотоингибирование, РФК, Na-аскорбат
1. Ahmad P., Sarwat M., Sharma S. Reactive oxygen species, antioxidants and signaling in plants. Journal of Plant Biology, 2008, vol. 51, pp. 167-173. doi:https://doi.org/10.1007/BF03030694
2. Sharma A., Kumar V., Shahzad B., Ramakrishnan M., Singh Sidhu G.P., Bali A.Sh., Handa N., Kapoor Dh., Yadav P., Khanna K., Bakshi P., Rehman A., Kohli S. K., Khan E.A., Parihar R.D., Yuan H., Thukral A.K., Bhardwaj R., Zheng B. Photosynthetic response of plants under different abiotic stresses: a review. J. of plant growth regulation, 2020, vol. 39, no. 2, pp. 509-531. doi:https://doi.org/10.1007/s00344-019-10018-x
3. Breusegem F.V., Dat J.F. Reactive oxygen species in plant cell death. Plant Physiology, 2006, vol. 141, no. 2, pp. 384-390. doi:https://doi.org/10.1104/pp.106.078295
4. Barber J. Photosystem II: the engine of life. Quarterly Rev. Biophys., 2003, vol. 36, no. 1, pp. 71-89. doi:https://doi.org/10.1017/S0033583502003839
5. Foyer Ch.H., Noctor G. Redox homeostasis and antioxidant signaling: a metabolic interface between stress perception and physiological responses. The Plant Cell, 2005, vol. 17, no. 7, pp. 1866-1875. doi:https://doi.org/10.1105/tpc.105.033589
6. Polle A. Dissecting the superoxide dismutase-ascorbate-glutathione-pathway in chloroplasts by metabolic modeling.Computer simulations as a step towards flux analysis. Plant Physiology, 2001, vol. 126, no. 1, pp. 445-462. doi:https://doi.org/10.1104/pp.126.1.445
7. Sabehat A., Weiss D., Lurie S. Heat-shock proteins and cross-tolerance in plants. Physiol. Plant., 1998, vol. 103, pp. 437-441. doi:https://doi.org/10.1034/j.1399-3054.1998.1030317.x
8. Anderson B., Barber J. Mechanisms of Photodamage and Protein Degradation during Photoinhibition of Photosystem II. In book: Photosynthesis and the Environment, 1996, pp. 101-121.
9. Biswal B. Photosynthetic response of green plants to environmental stress: Inhibition of photosynthesis and adaptational of photosynthesis and adaptational mechanisms. In handbook of Photosynthesis (ed. Pessarakli M), CRC Press, Florida, USA, 2nd edn, 2005, pp. 739-749.
10. Biswal B., Joshi P.N., Raval M.K., Biswal U.C. Photosyntesis, a global sensor of environmental stress in green plants: stress signaling and adaptation. Current Sciеnce, 2011, vol. 101, no. 1, pp. 47-56
11. Gaziyev A., Aliyeva S., Kurbanova I., Ganiyeva R., Bayramova S., Gasanov R. Molecular operation of metals into the function and state of photosystem II. Metallomics, 2011, vol. 3, no. 12, pp. 1362-1367. doi:https://doi.org/10.1039/c1mt00100k
12. Kupper H., Setlik I., Spiller M., Kupper F.C., Prasil O. Heavy metal-induced inhibition of photosynthesis: targets of in vivo heavy metal chlorophyll formation. Journal of Phycology, 2002, vol. 38, pp. 429-441. doi:https://doi.org/10.1046/j.1529-8817.2002.01148.x
13. Tyystjarvi E. Photoinhibition of photosystem II and photodamage of the oxygen evolving manganese cluster. Coordination Chem. Rev., 2008, vol. 252, no. 3, pp. 361-376. doi:https://doi.org/10.1016/j.ccr.2007.08.021
14. Vass I. Molecular mechanisms of photodamage in the Photosystem II complex. Biochim.Biophys. Acta, 2012, vol. 1817, no. 1, pp. 209-17. doi:https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2011.04.014
15. Chan T., Shimizu Y., Pospı´sˇil P., Nijo N., Fujiwara A., Taninaka Y., Ishikawa T., Hori H., Nanba D., Imai A., Morita N., Yoshioka-Nishimura M., Izumi Y., Yamamoto Y., Kobayashi H., Mizusawa N., Wada H., Yamamoto Y. Quality control of photosystem II: lipid peroxidation accelerates photoinhibition under excessive illumination. Plos one, 2012, vol. 7, no. 12, e52100. doi:https://doi.org/10.1371/journal.pone.0052100
16. Джафарова Д., Байрамова С., Ганиева Р. Роль аскорбата в защите ФС2 от фотоокислительного стресса в листьях огурца (Сucumis sativus L.). X Международной научно-методической конференции «Интродукция нетрадиционных и редких растений», Россия, 2012, с. 215-220. @@Jafarova J., Bayramova S., Ganiyeva R. The role of ascorbate in protection of FSII from photooxidative stress in cucumber (Cucumis sativus L.) leaves. X International scientific-metodical conference "Introduction of nontraditional and rare plants", Russia, 2012, pp. 215-220. (In Russ)
17. Nijs D., Kelley P.M. Vitamins C and E donate single hydrogen atoms in vivo. FEBS Lett, 1991, vol. 284, no. 2, pp. 147-51. DOI:https://doi.org/10.1016/0014-5793(91)80672-p
18. Goltsev V., Zaharieva I., Chernev P., Strasser R.J. Delayed chlorophyll fluorescence as a monitor for physiological state of photosynthetic apparatus. Biotechnol. Biotechnol. Equip, 2009, vol. 23, pp. 452-457. doi:https://doi.org/10.1080/13102818.2009.10818461
19. Gasanov R.A., Aliyeva S., Arao S., Ismailova A., Katsuta N., Kitade H., Yamada Sh., Kawamori A., Mamedov F.Comporative study of the water oxidizing reactions and the millisecond delayed chlorophyll fluorescence in photosystem II at different pH. J. of Photochem. Photobiol., 2007, vol. 86, no. 2, pp. 160-164. doi:https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2006.08.008
20. Gasanov R.A., Aliyeva S.A., Mamedov F. Delayed fluorescence in a millisecond range - a probe for the donor side-induced photoinhibition of photosystem II. In: Photosynthesis: Basics to applications. [ed] S. Itoh, P. Mohanty, K.N. Guruprasad, New Delhi, India: I.K.International Publishing House Pvt. Ltd., 2015, pp. 101-107
21. Курбанова И.М., Ганиева Р.А., Дадашова С.Б., Байрамова С.А., Гасанов Р.А. Состояние хлорофилл-белковых комплексов РЦ ФС II и ССК при воздействии на проростки пшеницы Cd2+ и Co2+. Актуальные проблемы биоэкологи, 2010, Москва, с. 168-172. @@Kurbanova I.M., Ganiyeva R.A., Dadashova S.B., Bayramova S.A., Gasanov R.A. The state of chlorophyll-protein complexes of RC FS II and LHC under action of Cd2+ and Co2+ on wheat seedlings, Actual problems of bioecology, 2010, Moscow, pp. 168-172. (In Russ)
22. Naz H., Akram N.A., Ashraf M. Impact of ascorbic acid on growth and some physiological attributes of cucumber (Cucumis sativus) plants under water-deficit conditions. Pak J Bot., 2016, vol. 48, no. 3, pp. 877-883.
23. Akram N.A., Shafiq F., Ashraf M. Ascorbic acid-a potential oxidant scavenger and its role in plant development and abiotic stress tolerance. Frontiers in Plant Sci., 2017, vol. 8, pp. 613. doi:https://doi.org/10.3389/fpls.2017.00613
24. Xiao M., Li Z., Zhu Li, Wang J., Zhang Bo, Zheng F., Zhao B., Zhang H., Wang Y., Zhang Zh. The Multiple Roles of Ascorbate in the Abiotic Stress Response of Plants: Antioxidant, Cofactor, and Regulator. Front Plant Sci., 2021, vol. 12, p. 598173. doi:https://doi.org/10.3389/fpls.2021.598173
