Слияние гранул кортекса яйцеклеток морского ежа Strongylocentrotus purpuratus исследовалось в экспериментальной системе, позволяющей медленное увеличение концентрации кальция в микро молярном диапазоне. Установлено, что кроме пороговой концентрации, запускающей слияние гранул с плазматической мембраной, существует порог скорости роста концентрации, ниже которого слияние не происходит. Так же показано что инкубация препаратов кортекса в растворах с повышенным содержанием кальция приводит к инактивации гранул, выражающейся в потере ими способности сливаться при более высоких концентрациях кальция. Полученные данные указывают на то, что опосредованное белками слияние мембран может происходить вследствие возникновения латерального стресса по типу ранее предложенного механизма слияния чисто фосфолипидных мембран.
Мембраны, кальций, латеральное натяжение, слияние, микроскопия
1. Wang H., Zhang C., Xiao H. Mechanism of membrane fusion: protein-protein interaction and beyond.Int. J. Physiol. Pathophysiol. Pharmacol., 2019, vol. 11, no. 6, pp. 250-225.
2. Martens S., McMahon H.T. Mechanisms of membrane fusion: disparate players and common principles. Nature Reviews Molecular Cell Biology (online publication), 2008. doi:https://doi.org/10.1038/nrm2417
3. Chanturiya A., Scaria P., Woodle M.C. The Role of Membrane Lateral Tension in Calcium-Induced Membrane Fusion. J. Membr. Biology, 2000, vol. 176, pp. 67-75.
4. Chanturiya A., Scaria P., Kuksenok O., Woodle M.C. Probing the mechanism of fusion in a two-dimensional computer simulation. Biophys. J., 2002, vol. 82, no. 6 pp. 3072-3080.
5. Merkle C.G. and Chandler D.E. Cortical granules matrix disassembly during exocytosis in sea urchin eggs. Developmental biology, 1991, vol. 148, pp. 429-441.
6. Whitaker M.J., Baker P.F. Calcium-dependent exocytosis in an in vitro secretory granule plasma membrane preparation from sea urchin eggs and the effects of some inhibitors of cytoskeletal function. Proceedings of the Royal Society B., 1983, vol. 218, pp. 397-413.
7. Zimmerberg J., Liu J. Ionic and permeability requirements for exocytosis in vitro in sea urchin eggs. J. Membrane Biol., 1988, vol. 101, pp. 199-207.
8. Walley T., Whitaker M. Exocytosis reconstituted from the sea urchin eggs is unaffected by calcium pretreatment of granules and plasma membrane. Bioscience Report, 1988, vol. 8, no, 4, pp. 335-343.
9. Vogel S.S., Zimmerberg J. Proteins on exocytic vesicles mediate calcium-triggered fusion. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1992, vol. 89, pp. 4479-4753.
10. Cohen F.S., Akabas M.H., Zimmerberg J., Finkelstein A. 1984 Parameters affecting the fusion of unilamellar phospholipid vesicles with planar bilayer membranes. J. of Cell Biol., vol. 98, pp. 1054-1062.
11. Pantazatos D.P., MacDonald R.C. Directly Observed Membrane Fusion Between Oppositely Charged Phospholipid Bilayers. The Journal of Membrane Biology, 1999, vol. 170, pp. 27-38.
12. Chernomordik L.V., Vogel S.S., Sokoloff A.A., Onaran H.O., Leikina E.A., Zimmerberg J. Lysolipids reversibly inhibit (Ca2+), GTP- and pH dependent fusion of biological membranes. FEBS Lett., 1993, vol. 318, pp. 71-76.
13. Chernomordik L.V., Frolov V.A., Leikina E., Bronk P., Zimmerberg J. The pathway of membrane fusion catalyzed by influenza hemagglutinin: restriction of lipids, hemifusion and lipidic pore formation. J. Cell Biol. 1998, vol. 140, pp. 1369-1382.
14. White J. Membrane fusion. Science, 1993, vol. 258, pp. 917-924.
15. Knight D.E., Baker P.F. Calcium dependence of catecholamine release from bovine adrenal medullary cells after exposure to intense electric fields. J. of Membrane Biology, 1982, vol. 68, pp. 107-140.
