Санкт-Петербург, г. Санкт-Петербург и Ленинградская область, Россия
Санкт-Петербург, г. Санкт-Петербург и Ленинградская область, Россия
Санкт-Петербург, г. Санкт-Петербург и Ленинградская область, Россия
Санкт-Петербург, г. Санкт-Петербург и Ленинградская область, Россия
Санкт-Петербург, г. Санкт-Петербург и Ленинградская область, Россия
Кожа амфибий и другие изолированные эпителиальные системы являются классическими модельными объектами для исследования механизмов трансэпителиального транспорта ионов. Транспорт Na+ в осморегулирующих эпителиях представляет собой сложную, многокомпонентную систему, в работе которой принимают участие Na+-транспортирующие белки и сигнальные каскады, локализованные в различных мембранах клетки. Белковые компоненты этой системы могут являться мишенью для окислительного стресса. В то же время, влияние окислителей и восстановителей на транспорт Na+ в нативных эпителиальных системах, таких как эпителий кожи лягушки, практически не изучено. С помощью метода фиксации потенциала исследовано влияние дисульфидсодержащих окисляющих агентов цистина и цистамина на транспорт Na+ в коже лягушки. Впервые показано, что обработка кожи лягушки Rana temporaria цистамином или цистином в концентрации 10 мкг/мл снижает трансэпителиальный транспорт Na+. Обнаружено также, что предварительная инкубация с дитиотреитолом, восстанавливающим дисульфидные связи в белках, предотвращает ингибирующий эффект цистамина и цистина. Полученные результаты свидетельствуют о том, что транспорт Na+ в коже лягушки чувствителен к окислительному стрессу и модулируется дисульфидсодержащими окисляющими агентами, такими как цистамин или цистин, а также о том, что влияние цистамина и цистина на транспорт Na+ в эпителии кожи лягушки опосредовано их взаимодействием с функционально важными остатками цистеина Na+-транспортирующих белков.
транспорт Na+, цистамин, цистин, дитиотреитол, эпителий кожи лягушки
1. Наточин Ю.В. Основы физиологии почки. Л.: Наука, 1982, 184 с.
2. Benos D.J., Stanton B.A. Functional domeins within the degenerin/epitelial sodium channel (Deg/ENaC) superfamily of ion channels. J. Physiol., 1999, vol. 520, pp. 631-644.
3. Firsov D., Robert-Nicoud M., Gruender S., Schild L., Rossier B.C. Mutational analysis of cysteine-rich domain of the epithelium sodium channel (ENaC): Identification of cysteines essential for channel expression at the cell surface. J. Biol. Chem., 1999, vol. 274, рр. 2743-2749.
4. Kellenberger S., Gautschi I., Pfister Y., Schild L. Intracellular thiol-mediated modulation of epithelial sodium channel activity. J. Biol. Chem., 2005, vol. 280, pp. 7739-7747.
5. Koefoed-Johnsen V., Ussing H.H. The nature of the frog skin potential. Acta. Physiol. Scand., 1958, vol. 42, pp. 298-308.
6. Boldyrev A.A., Bulygina E.R. Na/K-ATPase and oxidative stress. Ann. N.Y. Acad. Sci., 1997, vol. 834, pp. 666-668.
7. Coor C., Salmon R.F., Quigley R., Marver D., Baum M. Role of adenosine triphosphate (ATP) and NaKATPase in the inhibiton of proximal tubule transport with intracellular cystine loading. J. Clin. Invest., 1991, vol. 87, pp. 955-961.
8. Lesort M., Lee M., Tucholski J., Johnson G.V.W. Cystamine inhibits caspase activity. J. Biol. Chem., 2003, vol. 278, pp. 3825-3830.
9. Paul B.D., Snyder S.H. Therapeutic applications of cysteamine and cystamine in neurodegenerative and neuropsychiatric diseases. Front. Neurol., 2019, vol. 10, art. 1315.
10. Wagner C.A., Lang F., Broer S. Function and structure of heterodimeric amino acid transporters. Amer. J. Physiol., 2001, vol. 281, pp. C1077-C1093.
11. Sheng S.H., Li J.Q., McNulty K.A., Kieber-Emmons T., Kleyman T.R. Epithelial sodium channel pore region. Structure and role in gating. J. Biol. Chem., 2001, vol. 276, pp. 1326-1334.
12. Krumm P., Giraldez T., Alvarez de la Rosa D., Clauss W.G., Fronius M., Althaus M. Thiol-reactive compounds from garlic inhibit the epithelial sodium channel (ENaC). Bioorg. Med. Chem., 2012, vol. 20, рр. 3979-3984.
13. Waag T., Gelhaus C., Rath J., Stich A., Leippe M., Schirmeister T. Allicin and derivates are cysteine protease inhibitors with antiparasitic activity. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2010, vol. 20, рр. 5541-5543.
14. Kleyman T.R., Carattino M.D., Hughey R.P. ENaC at the cutting edge: regulation of epithelial sodium channels by proteases. J. Biol. Chem., 2009, vol. 284, pp. 20447-20451.
15. Rossier B.C., Stutts M.J. Activation of the epithelial sodium channel (ENaC) by serine proteases. Annu. Rev. Physiol., 2009, vol. 71, pp. 361-379.
16. Bengrine A., Li J., Hamm L.L., Awayda M.S. Indirect activation of the epithelial Na+ channel by trypsin. J. Biol. Chem., 2007, vol. 282, pp. 26884-26896.
17. Garcia-Caballero A., Ishmael S.S., Dang Y., Gillie D., Bond J.S., Milgram S.L., Stutts M.J. Activation of the epithelial sodium channel by the metalloprotease meprin β-subunit. Channels (Austin), 2011, vol. 5, pp. 14-22.
18. Haerteis S., Krappitz M., Bertog M., Krappitz A., Baraznenok V., Henderson I., Lindstrom E., Murphy J.E., Bunnett N.W., Korbmacher C. Proteolytic activation of the epithelial sodium channel (ENaC) by the cysteine protease cathepsin-S. Eur. J. Physiol., 2012, vol. 464, pp. 353-365.
19. Brix K., Dunkhorst A., Mayer K., Jordans S. Cysteine cathepsins: cellular roadmap to different functions. Biochimie, 2008, vol. 90, pp. 194-207.
20. Kirschke H., Wiederanders B., Bromme D., Rinne A. Cathepsin S from bovine spleen. Purification, distribution, intracellular localization and action on proteins. Biochem. J., 1989, vol. 264, pp. 467-473.
21. Zavasnik-Bergant T., Turk B. Cysteine cathepsins in the immune response. Tissue Antigens, 2006, vol. 67, pp. 349-355.
22. Lorand L., Conrad S.M. Transglutaminase. Mol. Cell Biochem., 1984, vol. 58, pp. 9-35.
