Севастополь, Севастополь, Россия
Севастополь, Севастополь, Россия
Севастополь, Севастополь, Россия
Севастополь, Севастополь, Россия
Севастополь, Севастополь, Россия
Тихоокеанская устрица, Magallana gigas (Thunberg, 1793), является важным промысловым видом Черноморского побережья России. Несмотря на благоприятные условия для развития марикультуры в регионе, существует ряд биотических факторов, способных нанести ущерб устричным фермам. В частности, сверлящая губка Pione vastifica (Hancock, 1849). Сверлящие губки представляют собой серьезную проблему для марикультурных хозяйств, поскольку пораженные моллюски изымаются из товарооборота, что влечет за собой экономические убытки. В работе исследовали влияние сверлящей губки на функциональное состояние гемоцитов (способность к продукции активных форм кислорода - АФК и мембранный потенциал митоходрий) и антиоксидантный статус мантии тихоокеанских устриц. У гемоцитов моллюсков, пораженных P. vastifica, был значительной ингибирован мембранный потенциал митохондрий. Кроме этого, гемоциты “зараженных” устриц характеризовались более высоким уровнем продукции АФК, по сравнению с группой “здоровых” устриц. Увеличение содержания АФК не сопровождалось ростом активности каталазы. Отсутствие роста активности каталазы на фоне избыточной продукции АФК может приводить к различным физиологическим и метаболическим нарушениям и снижению скорости роста моллюсков. Настоящее исследование способствует расширению понимания о влиянии сверлящей губки (P. vastifica) на функциональное состояние распространенного объекта региональной марикультуры - тихоокеанскую устрицу (M. gigas).
гемоциты, антиоксиданты, активные формы кислорода, мембранный потенциал митохондрий, каталаза, сверлящая губка
1. Sindermann C.J., Rosenfield A. Principal diseases of commercially important marine bivalve Mollusca and Crustacea. Fishery Bulletin of the Fish and Wildlife Service of the USA, 1967, vol. 66, pp. 335-385.
2. Carver C.E., Theriault I., Mallet A.L. Infection of cultured eastern oysters Crassostrea virginica by the boring sponge Cliona celata, with emphasis on sponge life history and mitigation strategies. Journal of Shellfish Research, 2010, vol. 29, no. 4, pp. 905-915.
3. Watts J.C. et al. Examination of the potential relationship between boring sponges and pea crabs and their effects on eastern oyster condition. Diseases of aquatic organisms, 2018, vol. 130, no. 1, pp. 25-36.
4. Lebedovskaya M.V. Shell affection of pacific oyster Crassostrea gigas, cultivates in the Black Sea by the boring sponge Pione vastifica. Ekologiya Morya, 2009, no. 77, p. 67.
5. Kopytina N.I. Fungi of the Black Sea basin: directions and perspectives of research. Marine Biological Journal, 2019, vol. 4, no. 4, pp. 15-33.
6. Coleman S.E. The effects of boring sponge on oyster soft tissue, shell integrity, and predator-related mortality: The University of North Carolina at Chapel Hill, 2014.
7. Кракатица Т.Ф. Сокращение ареала и уменьшение численности устриц в Егорлыцком заливе. Моллюски. Основные результаты их изучения, Л.: Наука, 1979, с. 112-114.
8. Dieudonne J., Carroll J.M. The impacts of boring sponges on oyster health across multiple sites and tidal heights. Estuaries and Coasts, 2022, vol. 45, no. 1, pp. 213-224.
9. Лебедовская М.В. Зараженность устриц Crassostrea gigas сверлящей полихетой Polydora websteri в марихозяйствах в озере Донузлав (Крым). Школа по теоретической и морской паразитологии, 2019, с. 94.
10. Лебедовская М.В. Морфометрические и микробиологические показатели гигантской устрицы Crassostrea gigas при поражении сверлящей губкой Pione vastifica, 2013.
11. Watts J.C., Carroll J.M., Munroe D.M. Finelli C.M. Examination of the potential relationship between boring sponges and pea crabs and their effects on eastern oyster condition. Diseases of aquatic organisms, 2018, vol. 130, no. 1, pp. 25-36.
12. Hanley T.C., White J.W., Stallings C.D., Kimbro D.L. Environmental gradients shape the combined effects of multiple parasites on oyster hosts in the northern Gulf of Mexico. Marine Ecology Progress Series, 2019, vol. 612, pp. 111-125.
13. Eleftherianos I., Heryanto C., Bassal T., Zhang W., Tettamanti G., Mohamed A. Haemocyte‐mediated immunity in insects: Cells, processes and associated components in the fight against pathogens and parasites. Immunology, 2021, vol. 164, no. 3, pp. 401-432.
14. Donaghy L., Kraffe E., Goic N., Lambert C., Volety A.K., Soudant P. Reactive oxygen species in unstimulated hemocytes of the Pacific oyster Crassostrea gigas: a mitochondrial involvement, 2012.
15. Palmer A.R. Calcification in marine molluscs: how costly is it? Proceedings of the National Academy of Sciences, 1992, vol. 89, no. 4, pp. 1379-1382.
16. Solaini G. et al. Evaluating mitochondrial membrane potential in cells. Bioscience reports, 2007, vol. 27, no. 1-3, pp. 11-21.
17. Samain J.F. Review and perspectives of physiological mechanisms underlying genetically-based resistance of the Pacific oyster Crassostrea gigas to summer mortality. Aquatic Living Resources, 2011, vol. 24, no. 3, pp. 227-236.
18. Кладченко Е.С., Андреева А.Ю., Кухарева Т.А. Влияние краткосрочной ранжированной гипоксии на функциональные и морфологические показатели гемоцитов тихоокеанской устрицы Crassostrea gigas (Thunberg, 1793). Журнал эволюционной биохимии и физиологии, 2022, т. 58, № 1, с. 43-50.
19. Victor V.M., Rocha M., Esplugues J.V. Role of free radicals in sepsis: antioxidant therapy. Current pharmaceutical design, 2005, vol. 11, no. 24, pp. 3141-3158.
20. Sukoyan G.V., Gongadze N.V., Demina N.B., Golovach V.V., Tsivtsivadze E.T., Bakuridze A.D. Ageing Induced Hyperproduction of Reactive Oxygen Species and Dysbalance in Enzymatic Link of Antioxidant Defense System of Skin and Therapeutic Efficacy of Artichoke Extract. European Journal of Medicinal Plants, 2019, vol. 27, no. 4, pp. 1-10.
21. Ighodaro O.M., Akinloye O.A. First line defence antioxidants-superoxide dismutase (SOD), catalase (CAT) and glutathione peroxidase (GPX): Their fundamental role in the entire antioxidant defence grid. Alexandria journal of medicine, 2018, vol. 54, no. 4, pp. 287-293.
22. Ho Y.S. et al. Mice lacking catalase develop normally but show differential sensitivity to oxidant tissue injury. Journal of Biological Chemistry, 2004, vol. 279, no. 31, pp. 32804-32812.
23. Sokolova I.M. et al. Energy homeostasis as an integrative tool for assessing limits of environmental stress tolerance in aquatic invertebrates. Marine environmental research, 2012, vol. 79, pp. 1-15.
24. Sokolova I.M., Lannig G. Interactive effects of metal pollution and temperature on metabolism in aquatic ectotherms: implications of global climate change. Climate research, 2008, vol. 37, no. 2-3, pp. 181-201.
25. Russo J., Madec L. Haemocyte apoptosis as a general cellular immune response of the snail, Lymnaea stagnalis, to a toxicant. Cell and Tissue Research, 2007, vol. 328, pp. 431-441.
26. Donaghy L. et al. Reactive oxygen species in unstimulated hemocytes of the Pacific oyster Crassostrea gigas: a mitochondrial involvement, 2012.
27. Pomponi S.A. Excavation of calcium carbonate substrates by boring sponges: ultrastructure and cytochemistry. University of Miami, 1977.
28. Anderson R.S. Hemocyte-derived reactive oxygen intermediate production in four bivalve molluscs. Developmental & Comparative Immunology, 1994, vol. 18, no. 2, pp. 89-96.
29. Motavallihaghi S. et al. The role of Acanthamoeba castellanii (T4 genotype) antioxidant enzymes in parasite survival under H2O2-induced oxidative stress. Parasitology International, 2022, vol. 87, p. 102523.
30. Donaghy L. et al. Hemocytes of the carpet shell clam (Ruditapes decussatus) and the Manila clam (Ruditapes philippinarum): current knowledge and future prospects. Aquaculture, 2009, vol. 297, no. 1-4, pp. 10-24.
31. Sharma S.S., Dietz K.J. The relationship between metal toxicity and cellular redox imbalance. Trends in plant science, 2009, vol. 14, no. 1, pp. 43-50.
32. De R., Mazumder S., Bandyopadhyay U. Mediators of mitophagy that regulate mitochondrial quality control play crucial role in diverse pathophysiology. Cell biology and toxicology, 2021, vol. 37, no. 3, pp. 333-366.
