Москва, г. Москва и Московская область, Россия
Москва, г. Москва и Московская область, Россия
Москва, г. Москва и Московская область, Россия
Проанализированы спектры поглощения продуктов реакции водных экстрактов тканей мышей с тиобарбитуровой кислотой, с целью определения в них содержания малонового диальдегида (МДА). Концентрация МДА является важной частью анализа окислительно-восстановительного статуса тканей, что существенно при исследовании воспалительных реакций, например, после различных стрессовых воздействий, а также при изучении старения. В обычной практике концентрацию МДА в растворе рассчитывают по его оптической плотности при 532 нм, соотнося с аналогичными растворами реакции с заданными концентрациями тетраметоксипропана (ТМП). Нами показано, что при субмикромолярном содержании МДА флуктуации неспецифического фонового уровня оптической плотности растворов могут быть соразмерны с величиной реального сигнала поглощения образующегося окрашенного аддукта. Растворы экстрактов биологических тканей, в силу дополнительного содержания белков, липидов и углеводов, обладают мутностью, искажающей спектр поглощения нелинейно. Однако вторые производные спектров лишены искажений фонового рассеяния и могут быть использованы при автоматическом программном расчете содержания интересующего пигмента. Получение корректных производных осложняется необходимостью сглаживания исходных спектральных зависимостей. Мы использовали сглаживание методом скользящей средней, а также фильтром Савицкого – Голея с полиномом третьей степени. Сопоставлены данные, полученные на основе измерения оптических плотностей растворов при 532 нм, с таковыми на основе анализа вторых производных их спектров поглощения, а также на основе интегральных сумм вторых производных в диапазоне 520-550 нм. Результаты расчётов при помощи анализа вторых производных дали в 2-5 раз меньшее содержание МДА, чем полученные на основании оптических плотностей в максимуме поглощения пигмента, однако их сходимость, особенно при использовании интегральных сумм, оказалась существенно лучше, чем для нулевого порядка, и результирующие погрешности были в 2-3 раза меньшими.
спектроскопия производных, сглаживание спектров, малоновый диальдегид (МДА), печень, лёгкие и головной мозг мышей, окислительный стресс
1. Пушкарева А.Е. Методы математического моделирования в оптике биоткани. Учебное пособие. СПб: СПбГУ ИТМО, 2008, 103 с.
2. Bridge T.P., Fell A.F., Wardman R.H. Perspectives in derivative spectroscopy, Part 1-Theoretical principles. JSDS, 1987, vol. 103, no 1, pp.17-27, doi:https://doi.org/10.1111/j.1478-4408.1987.tb01081.x.
3. O'Haver, Thomas C. and T.H. Begley. Signal-to-noise ratio in higher order derivative spectrometry. Analytical Chemistry, 1981, vol. 53, pp. 1876-1878, doi:https://doi.org/10.1021/AC00235A036.
4. Sahini K., Nalini Dr.C.N. A review on derivative spectroscopy and its benefits in drug analysis. IJCRT, 2020, vol. 8, iss. 12, ISSN: 2320-2882.
5. Howard M., Workman Jr. Derivatives in Spectroscopy. Part II - The True Derivative. Spectroscopy, 2003, vol. 18, no. 9, p. 25.
6. Костюк А.И., Котова Д.А., Демидович А.Д. и др. Изменение ключевых параметров метаболизма липидов в тканях мозга крыс при перманентной ишемии. Вестник РГМУ, 2019, 1, с. 50-57.
7. Ohkawa H., Ohishi N., Yagi K. Assay for lipid peroxides in animal tissues by thiobarbituric acid reaction. Anal. Biochem., 1979, vol. 95, no. 2, pp. 351-358.
8. Moselhy H.F., Reid R.G., Yousef S., Boyle S.P. A specific, accurate, and sensitive measure of total plasma malondialdehyde by HPLC. J. Lipid Res., 2013, vol. 54, pp. 852-858.
9. Domijan A.-M., Ralic J., Brkanac S.R., Rumora L., Zanic-Grubisic T. Quantification of malondialdehyde by HPLC-FL - application to various biological samples. Biomedical Chromatography, 2015, vol. 29, iss. 1, pp. 41-46.
10. Gulbahar O., Aricioglu A., Akmansu M., and Turkozer Z. Effects of Radiation on Protein Oxidation and Lipid Peroxidation in the Brain Tissue. Transplantation Proceedings, 2009, vol. 41, pp. 4394-4396.
11. Savitzky A., Golay M.J.E. Smoothing and differentiation of data by simplified least-squares procedures. Analytical Chemistry, 1964, vol. 36, no. 8, pp. 1627-1639.
12. Smith P.K., Krohn O.H., Hermanson G.T., Mallia A.K., Gartner F.H., Provenzano D., Fujimoto E.K., Goeke N.M., Olson B.J., Klenk D.C. Measurement of protein using bicinchoninic acid. Anal. Biochem., 1985, vol. 150, no. 1, pp. 76-85.
13. Zelzer S., Oberreither R., Bernecker C., Stelzer I., Truschnig-Wilders M., Fauler G. Measurement of total and free malondialdehyde by gas-chromatography mass spectrometry-comparison with high-performance liquid chromatography methology. Free Radic Res., 2013, vol. 47, no. 8, pp. 651-656, doi:https://doi.org/10.3109/10715762.2013.812205.
14. Ran Y., Wang R., Gao Q., Jia Q., Hasan M., Awan M.U., Tang B., Zhou R., Dong Y., Wang X., Li Q., Ma H., Deng Y., Qing H. Dragon's blood and its extracts attenuate radiation-induced oxidative stress in mice. J Radiat Res., 2014, vol. 55, no. 4, pp. 699-706.
15. Tsikas D., Rothmann S., Schneider J.Y., Suchy M.-T., Trettin A., Modun D., Stuke N., Maassen N., Frolich J.C. Development, validation and biomedical applications of stable-isotope dilution GC–MS and GC–MS/MS techniques for circulating malondialdehyde (MDA) after pentafluorobenzyl bromide derivatization: MDA as a biomarker of oxidative stress and its relation to 15(S)-8-iso-prostaglandin F2α and nitric oxide (NO). Journal of Chromatography B, 2016, vol. 1019, pp. 95-111.
