Вкусовая почка - это плотный ассоциат 50-100 вкусовых клеток нескольких типов, в котором межклеточное пространство на два порядка меньше внутриклеточного. В силу этого, концентрация внеклеточных ионов, включая ионы Са2+, может варьировать при изменении электрической активности клеток вкусовой почки. Вкусовые клетки типа III образуют классические химические синапсы, в которых выброс нейромедиатора инициируется входом наружного Са2+ через потенциал-зависимые (ПЗ) Са2+ каналы. Истощение наружного Са2+ за счет активности других клеток, должно восприниматься данной клеткой как изменение интенсивности вкусового стимула. Это фактически является ложной информацией для мозга, и поэтому в клетках типа III должен существовать механизм, который обеспечивает инвариантность выброса нейромедиатора в определенном диапазоне концентраций наружного Са2+. В данной работе анализировалась зависимость ПЗ Са2+ тока во вкусовых клетках от концентрации внеклеточного Са2+. Было установлено, что на кривой зависимости ПЗ Са2+ тока от концентрации внеклеточного Са2+ имеется плато в диапазоне концентраций (1-2 мМ) наружного Са2+. Также нами анализировалась зависимость величины Са2+ ответов, инициируемых деполяризацией клетки, от концентрации наружного Са2+. Оказалось, что величина Са2+ ответа практически не зависела от концентрации наружного Са2+ в диапазоне от 0,5 до 5 мМ. Это указывает на существование механизма, который регулирует активность ПЗ Са2+ каналов, чтобы обеспечить инвариантность потока Са2+.
вкусовые клетки, ПЗ Са2+-каналы, экстраклеточный Са2+, рецептор экстраклеточного Са2+, taste cells, VG Са2+-channels, extracellular Са2+, extracellular Са
1. Roper S.D. Taste buds as peripheral chemosensory processors. Semin Cell Dev. Biol., 2013, vol. 24, pp. 71-79.
2. Yee C.L., Yang R., Bottger B., Finger T.E., Kinnamon J.C. “Type III” cells of rat taste buds: immunohistochemical and ultrastructural studies of neuron-specific enolase, protein gene product 9.5, and serotonin. J. Comp. Neurol., 2001, vol. 440, pp. 97-108.
3. Clapp T.R., Medler K.F., Damak S., Margolskee R.F., Kinnamon S.C. Mouse taste cells with G protein-coupled taste receptors lack voltagegated calcium channels and SNAP-25. BMC Biol., 2006, vol. 4, p. 7.
4. Romanov R.A., Rogachevskaja O.A., Bystrova M.F., Kolesnikov S.S. Electrical excitability of taste cells. Mechanisms and possible physiological significance. Biomembrans, 2012, vol. 22 (1-2), pp. 85-101.
5. Roper S.D. Cell communication in taste buds. Cell. Mol. Life Sci., 2006, vol. 63, pp. 1494-1500.
6. Baryshnikov S.G., Rogachevskaja O.A., Kolesnikov S.S. Calcium signaling mediated by P2Y receptors in mouse taste cells. J. Neurophysiol., 2003, vol. 90, pp. 3283-3294.
7. Kolesnikov S.S., Margolskee R.F. Extracellular K+ activates a K+ - and H+ -permeable conductance ion frog taste receptor cells. J. Physiol., 1998, vol. 507, pp. 415-432.
8. Horn R., Marty A. Muscarinic activation of ionic currents measured by a new whole-cell recording method. J. Gen. Physiol., 1988, vol. 92, pp. 145-159.
9. Romanov R.A., Rogachevskaja O.A., Bystrova M.F., Jiang P., Margolskee R.F., Kolesnikov S.S. Afferent neurotransmission mediated by hemichannels in mammalian taste cells. EMBO J., 2007, vol. 26, pp. 657-667.
10. Hess P., Lansman J.B., Tsien R.W. Calcium channel selectivity for divalent and monovalent cations. Voltage and concentration dependence of single channel current in ventricular heart cells. J. Gen. Physiol., 1986, vol. 88, pp. 293-319.
11. Cens T., Rousset M., Leyris J.-P., Fesquet P., Charnet P. Voltage- and calcium-dependent inactivation in high voltage-gated Ca2+ channels. Prog. Biophys. Mol. Biol., 2006, vol. 90, pp. 104-117.
12. Bystrova M.F., Romanov R., Rogachevskaja O.A., Churbanov G.D., Kolesnikov S.S. Functional expression of the extracellular Ca2+-sensing receptor in mouse taste cells. J. Cell Sci., 2010, vol. 123, pp. 972-982.
13. Hofer A.M., Brown E.M. Extracellular calcium sensing and signalling. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol., 2003, vol. 4, pp. 530-538.
14. Conigrave A.D., Ward D.T. Calcium-sensing receptor (CaSR): Pharmacological properties and signaling pathways. Best Pract. Res. Clin. Endocrin. Metab., 2013, vol. 27, pp. 315-331.
15. Chow J.Y.C., Estrema C., Orneles T., Dong X., Barrett K.E., Dong H. Calcium-sensing receptor modulates extracellular Ca2+ entry via TRPC-encoded receptor-operated channels in human aortic smooth muscle cells. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2011, vol. 301, pp. 461-468.
16. Phillips C.G., Harnett M.T., Chen W., Smith S.M. Calcium-sensing receptor activation depresses synaptic transmission. J. Neurosci., 2008, vol. 28, pp. 12062-12070.
17. Cherkashin A.P., Zhao H., Kolesnikov S.S. Possible Mechanisms Mediating the Regulation of Voltage Gated Са2+ Channels by Extracellular Са2+. Biomembrans, 2015, vol. 32 (2), pp. 119-124.
