В представленной работе был измерен трансмембранный потенциал (Vmem) в ооцитах и эмбрионах мыши в течение всего доимплантационного периода развития с помощью метода patch-clamp в конфигурации whole-cell. Установлено, что на стадии ооцита значение Vmem находится на уровне -13,2 ± 1,54 мВ. Переход к одноклеточной стадии, после оплодотворения, характеризуется деполяризацией мембранного потенциала, в результате чего его значение достоверно повышается до -9,4 ± 1,07 мВ. Последующие этапы деления-дробления эмбриона сопровождаются постепенной гиперполяризацией (Vmem= -10,8 ± 1,03 мВ для 2-х клеточной и Vmem= -13,7 ± 1,61 мВ для 4-х клеточной стадий), и достигают минимального значения у 8-клеточного эмбриона (-22,9 ± 1,63 мВ). При переходе к многоклеточности, на стадии морулы и бластоцисты, наблюдается повторная деполяризация, значения Vmem составили -18,1 ±1,17 мВ и -10,3 ± 0,9 мВ соответственно. Таким образом, процессы оплодотворения и первичной дифференцировки клеток на стадии бластоцисты являются реперными точками в доимплантационном развитии, характеризующиеся деполяризацией мембранного заряда. Полученные данные позволяют говорить о важной роли трансмембранного потенциала в раннем развитии эмбрионов млекопитающих, и возможно, с его помощью можно будет управлять процессами пролиферации и дифференцировки не только на уровне эмбриона, но и целого организма.
доимплантационные эмбрионы, раннее развитие, биоэлектрические сигналы, трансмембранный потенциал
1. Hille B. Ion Channels of Excitable Membranes, Sinauer, Sunderland, Mass, USA, 2001.
2. Pandiella A., Magni M., Lovisolo D., Meldolesi J. The effects of epidermal growth factor on membrane potential. Rapid hyperpolarization followed by persistent fluctuations. Journal of Biological Chemistry, 1989, vol. 264, no. 22, pp. 12914-12921.
3. Lang F., Friedrich F., Kahn E. Bradykinin-induced oscillations of cell membrane potential in cells expressing the Ha-ras oncogene. Journal of Biological Chemistry, 1991, vol. 266, no. 8, pp. 4938-4942.
4. Nonomura S., Fujiwara-Tsukamoto Y., Kajihara T., Fujiyama F., Isomura Y. Continuous membrane potential fluctuations in motor cortex and striatum neurons during voluntary forelimb movements and pauses. Neurosci Res., 2017, vol. 120, pp. 53-59.
5. Bogdanov K.Y., Maltsev V.A., Vinogradova T.M., Lyashkov A.E., Spurgeon H.A., Stern M.D., Lakatta E.G. Membrane potential fluctuations resulting from submembrane Ca2+ releases in rabbit sinoatrial nodal cells impart an exponential phase to the late diastolic depolarization that controls their chronotropic state. Circ Res., 2006, vol. 27, no. 99 (9), pp. 979-87.
6. Emery B.R., Miller R.L., CarrellEmail D.T. Hamster oocyte membrane potential and ion permeability vary with preantral cumulus cell attachment and developmental stage. BMC Developmental Biology, 2012, pp. 20011-14.
7. DeCoursey T.E., Chandy K.G., Gupta S., Cahalan M.D. Voltage-gated K+ channels in human T lymphocytes: a role in mitogenesis? Nature, 184, vol. 307, no. 5950, pp. 465-468.
8. Chiu S.Y., Wilson G.F. The role of potassium channels in Schwann cell proliferation in Wallerian degeneration of explant rabbit sciatic nerves. Journal of Physiology, 1989, vol. 408, pp. 199-222.
9. Amigorena S., Choquet D., Teillaud J.L., Korn H., Fridman W.H. Ion channel blockers inhibit B cell activation at a precise stage of the G1 phase of the cell cycle. Possible involvement of K+ channels. Journal of Immunology, 1990, vol. 144, no. 6, pp. 2038-2045.
10. Wang E., Yin Y., Zhao M., Forrester J.V., McCaig C.D. Physiological electric fields control the G1/S phase cell cycle checkpoint to inhibit endothelial cell proliferation. The FASEB Journal, 2003, vol. 17, no. 3, pp. 458-460.
11. Sundelacruz S., Levin M., Kaplan D.L. Membrane potential controls adipogenic and osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells. PLoS ONE, 2008, vol. 3, no. 11, Article ID e3737.
12. Atkinson D.L., Stevenson T.J., Park E.J., Riedy M.D., Milash B., Odelberg S.J. Cellular electroporation induces dedifferentiation in intact newt limbs. Developmental Biology, 2006, vol. 299, no. 1, pp. 257-271.
13. Cross M.H., Cross P.C., Brinster R.L. Changes in membrane potential during mouse egg development. Dev Biol., 1973, vol. 33, no. 2, pp. 412-6.
14. Dumoulin J.C., Evers J.L., Michiels A.H., Pieters M.H., Bras M., Land J.A., Geraedts J.P. Modulation of embryonic Na(+)-K(+)-ATPase activity and mouse preimplantation development in vitro in media containing high concentrations of potassium. Mol Reprod Dev., 1993, vol. 36, no. 3, pp. 320-7.
15. Goldstein B.N., Aksirov A.M., Zakrjevskaya D.T. A new kinetic model for biochemical oscillation^ gragh- theoretical analysis. Biophysical chemistry, 2009, vol. 145, pp. 111-115.
16. Sawczuk A., Powers R.K., Binder M.D. Contribution of outward currents to spike-frequency adaptation in hypoglossal motoneurons of the rat. J Neurophysiol, 1997, vol. 78, no. 5, pp. 2246-53.
17. Betts D.H., MacPhee D.J., Kidder G.M., Watson A.J. Ouabain sensitivity and expression of Na/K-ATPase alpha- and beta-subunit isoform genes during bovine early development. Mol Reprod Dev., 1997, vol. 46, no. 2, pp. 114-26.
18. Sutton-McDowall M.L., Wu L.L., Purdey M., Abell A.D., Goldys E.M., MacMillan K.L., Thompson J.G., Robker R.L. Nonesterified Fatty Acid-Induced Endoplasmic Reticulum Stress in Cattle Cumulus Oocyte Complexes Alters Cell Metabolism and Developmental Competence. Biol Reprod., 2016, vol. 94, no. 1, pp. 23.
19. Ritchie, W.A., Taylor, J.E., Gardner, J.O. [et al.] Live lambs born from zona-pellucida deduced embryos. Cloning Stem Cells, 2005, vol. 7, pp. 178-182.
