Московская государственная академия ветеринарной медицины и биотехнологии – МВА имени К.И. Скрябина
ФНЦ Всероссийский научно-исследовательский и технологический институт птицеводства РАН
Москва, г. Москва и Московская область, Россия
Москва, г. Москва и Московская область, Россия
Москва, г. Москва и Московская область, Россия
При помощи высокочувствительного и высокоспецифичного ферментного сенсора показано, что в норме большинство живых тканей содержит не более 50-100 нМ нитрита и нитрозоаминов, но единицы и десятки микромоль соединений - доноров NO: S-нитрозотиолов (RSNO), динитрозильных комплексов железа (ДНКЖ), высокомолекулярные нитросоединения, способные трансформироваться в ДНКЖ (RNO2). Следовательно, в норме живые ткани имеют механизмы предотвращения окисления NO кислородом до токсических продуктов. Доноры NO - стабильные соединения и, практически, не распадаются спонтанно с высвобождением NO. Основной пул доноров NO в большинстве тканей представлен ДНКЖ. NO может переходить с комплекса на мишень в момент деструкции комплекса под действием более эффективных хелаторов железа, чем лиганды, входящие в состав комплекса. Причем переход осуществляется с минимальным пребыванием NO в свободном состоянии. В случае, если комплекс подвергается воздействию эффективного хелатора железа, но мишень отсутствует, образуется железо-нитрозильный комплекс, содержащий этот хелатор. Мы предполагаем, что части апофермента некоторых ферментов -физиологических мишеней NO могут выступать в роли хелаторов - конкурентов. Таким образом, физиологический эффект соединений - доноров NO зависит не от их способности диссоциировать с высвобождением NO, но, прежде всего от наличия и состояния физиологической мишени. Не NO случайно находит мишень, а мишень, взаимодействует с донором - NO, вызывая его деструкцию и присоединяя NO. Также эффективность ДНКЖ как донора NO зависит от состава комплекса. Комплекс, содержащий лиганды с высоким сродством к железу, труднее разрушается хелатором железа, что необходимо для переноса NO к мишени. Это показано как на модельных системах, так и на живых организмах.
Оксид азота, динитрозильный комплекс железа (ДНКЖ), лиганды ДНКЖ
1. Vanin A., Borodulin R., Mikoyan V. Dinitrosyl iron complexes with natural thiol-containing ligands in aqueous solutions: Synthesis and some physico-chemical characteristics (A methodological review). Nitric Oxide., 2017, vol. 66, pp. 1-9. doi:https://doi.org/10.1016/j.niox.2017.02.005.
2. Vanin A. Dinitrosyl iron complexes with thiol-containing ligands as a "working form" of endogenous nitric oxide. Nitric Oxide, 2016, vol. 54, pp. 15-29. doi:https://doi.org/10.1016/j.niox.2016.01.006
3. Hickok J.R., Sahni S., Shen H., Arvind A., Antoniou C., Fung L.W., Thomas D. Dinitrosyliron complexes are the most abundant nitric oxide-derived cellular adduct: biological parameters of assembly and disappearance. Free Radic. Biol. Med., 2011, vol. 51, no. 8, pp. 1558-1566. doi:https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2011.06.030
4. Tarpey M., Wink D., Grisham M., Methods for detection of reactive metabolites of oxygenand nitrogen: in vitro and in vivo considerations. American Journal of Physiology-Regulatory Integrative and Comparative Physiology, 2004, vol. 286, pp. R431-R444. doihttps://doi.org/10.1152/ajpregu.00361.2003.
5. Titov V., Osipov A. Nitrite and Nitroso Compounds can serve as Specific Catalase Inhibitors. Redox Rep, 2017, vol. 22, no. 2, pp. 91-97. doi:https://doi.org/10.1080/13510002.2016.1168589.
6. Titov V. The Enzymatic Technologies Open New Possibilities for Studying Nitric Oxide (NO) Metabolism in Living Systems. Current Enzyme Inhibition, 2011, vol. 7, no. 1, pp. 56-70. doi:https://doi.org/10.2174/157340811795713774.
7. Severina I., Bussygina O., Pyatakova N., Malenkova I., Vanin A. Activation of soluble guanylate cyclase by NO donors--S-nitrosothiols, and dinitrosyl-iron complexes with thiol-containing ligands. Nitric Oxide, 2003, vol. 8, pp. 155-163. doi:https://doi.org/10.1016/s1089-8603(03)00002-8
8. Titov V.Y., Kosenko O.V., Starkova E.S., Kondratov G.V., Borkhunova E.N., Petrov V.A., Osipov A.N. Enzymatic Sensor Detects Some Forms of Nitric Oxide Donors Undetectable by Other Methods in Living Tissues. Bull Exp Biol Med., 2016, vol. 162, no. 1, pp. 107-110. doi:https://doi.org/10.1007/s10517-016-3557-1.
9. Титов В.Ю., Петренко Ю.М., Петров В.А., Владимиров Ю.А. Механизм окисления оксигемоглобина, индуцированного перекисью водорода. Бюлл. экспер. биол. мед., 1991, том 112, № 7, с. 46-49. @@Titov V., Petrenko Yu., Petrov V., Vladimirov Yu. Mechanism of oxyhemoglobin oxidation induced by hydrogen peroxide. Biull Eksp Biol Med., 1991, vol. 112, no. 7, pp. 46-49. (In Russ)
10. Titov V., Dolgorukova A., Fisinin V., Borkhunova Ye., Kondratov G., Slesarenko N., Kochish I. The role of nitric oxide (NO) in the body growth rate of birds. World Poultry Science Journal, 2018, vol. 74, pp. 675-686. doi: org/10.1017/S0043933918000661
11. Stalmer J., Singel D., Loscalzo, J. Biochemistry of nitric oxide and its redox-activated forms. Science, 1992, vol. 258, pp. 1898-1902. doi:https://doi.org/10.1126/science.1281928.
12. Rossig L., Fichtlscherer B., Breitschopf K., Haendeler J., Zeiher A., Mulsch A., Dimmeler S. Nitric oxide inhibits caspase-3 by S-nitrosation in vivo. J. Biol. Chem., 1999, vol. 274, no. 11, p.6823-6826. doi:https://doi.org/10.1074/jbc.274.11.6823.
13. Dimmeler S., Haendeler J., Nehls, M., Zeiher A. Suppression of apoptosis by nitric oxide via inhibition of interleukin-1beta-converting enzyme (ICE)-like and cysteine protease protein (CPP)-32-like proteases. J. Exp. Med., 1997, vol. 185, no. 4, pp. 601-607. doi:https://doi.org/10.1084/jem.185.4.601.
14. Kim Y-M., Chung H-T., Simmons R., Billiar T. Cellular non-heme iron content is a determinant of nitric oxide-mediated apoptosis, necrosis, and caspase inhibition. J. Biol. Chem., 2000, vol. 275, no. 15, pp. 10954-10961. doi:https://doi.org/10.1074/jbc.275.15.10954.
15. Schopfer F., Baker P., Giles G., Chumley Ph., Batthyany C., Crawford J., Patel R., Hogg N., Branchaud B., Lancaster J., Freeman B. Fatty acid transduction of nitric oxide signaling. Nitrolinoleic acid is a hydrophobically stabilized nitric oxide donor. J. Biol. Chem., 2005, vol. 280, no. 19, pp. 19289-19297. doi:https://doi.org/10.1074/jbc.M414689200
16. Lima E., Bonini M., Augusto O., Barbeiro H., Souza H., Abdalla D. Nitrated lipids decompose to nitric oxide and lipid radicals and cause vasorelaxation. Free Radic. Biol. & Med., 2005, vol. 39, no. 4, pp. 532-539. doi:https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed
17. Forman H., Zhang H., Rinna A. Glutathione: Overview of its protective roles, measurement, and biosynthesis. Mol. Aspects Med., 2009, vol. 30, no. 1-2, pp. 1-12. doi:https://doi.org/10.1016/j.mam.2008.08.006
