Баку, Азербайджан
Баку, Азербайджан
Настоящее исследование посвящено изучению влияния ультрафиолетового-В (УФ-В) излучения на выживаемость и продукцию активных форм кислорода в клетках дрожжей. Установлено, что при действии УФ-В излучения на клетки в зависимости от дозы увеличивается скорость окисления красителя 2',7'-дихлородигидрофлуоресцеин диацетата (H2DCF•DA) и наблюдается высокая интенсивность флуоресценции DCF. При модификации клеток аскорбиновой кислотой до облучения скорость окисления Н2DCF и интенсивность флуоресценции DCF уменьшается. Выживаемость модифицированных клеток увеличивается. Аскорбиновая кислота уменьшает количество АФК в суспензии облученных клеток. При больших дозах (4,5 10 эрг/мм2) облучения антиокислительный эффект аскорбиновой кислоты в клетках дрожжей незначителен. Определена концентрация 2-4 динитрофенола (ДНФ) 10-7 М как протектора, в которой вещество потенциально способствует проявлению эффекта «мягкого разобщения» в клетках и при влиянии УФ-В излучения на клетки дрожжей способствует снижению производства активных форм кислорода и увеличению выживаемости. Высокие концентрации (10-3 М-10-5М) ДНФ отрицательно влияют на выживаемость клеток дрожжей и продукцию АФК. Таким образом, можно заключить, что при действии УФ-В лучей на клетки дрожжей антиоксиданты возможно могут участвовать в регулировании редокс-гомеостаза.
клетки дрожжей, выживаемость, ультрафиолетовое-В излучение, аскорбиновая кислота, 2,4-динитрофенол
1. Mittler R. ROS are good. Trends Plant Sci., 2017, vol. 22, pp. 11-19.
2. Noctor G. The metabolomics of oxidative stress. Phytochem., 2015, vol. 112, pp. 33-53.
3. Sies H., Berndt C., Jones D.P. Oxidative Stress. Annual Revirew of Biochemistry, 2017, vol. 86, pp. 715-748.
4. Adams L., Franco M.C., Estevez A.G. Reactive nitrogen species in cellular signaling. Experimental Biology and Medicine, 2015, vol. 240, pp. 711-717.
5. Brand M.D. Uncoupling to survive? The role of mitochondrial inefficiency in ageing. Exp. Gerontol., 2000, vol. 35, no. 6-7, pp. 811-820, doi:https://doi.org/10.1016/s0531-5565(00)00135-2.
6. Egea J., Fabregat I. European contribution to the study of ROS: a summary of the findings and prospects for the future from the COST action BM1203 (EU-ROS). Redox Biology, 2017, vol. 13, pp. 94-162.
7. Gill S.S. Tuteja Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiol. Biochem., 2010, vol. 48, pp. 909-930.
8. He L., He T. et al Antioxidants maintain cellular redox homeostasis by elimination of reactive oxygen species. Cellular Physiology and Biochemistry, 2017, vol. 44, pp. 532-553.
9. Herrero E. et al. Redox control and oxidative stress in yeast cells. Biochim. Biophys. Acta, 2008, vol. 1780, pp. 1217-1235.
10. Inupakutika M.A. et al The evolution of reactive oxygen species metabolism. Journal of Experimental Botany, 2016, vol. 67, pp. 5933-5943.
11. Korshunov S.S. et al High protonic potential actuates a mechanism of production of reactive oxygen species in mitochondria. FEBS Lett., 1997, vol. 416, no. 1, pp. 15-18.
12. Mookerjee S.A. et al Mitochondrial uncoupling and lifespan. Mech. Ageing Dev., 2010, vol. 131, no. 7-8, pp. 463-472.
13. Niki E. Oxidative stress and antioxidants: distress or eustress? Archives of Biochemistry and Biophysics, 2016, vol. 595, pp. 19-24.
14. Noctor G. The metabolomics of oxidative stress. Phytochem., 2015, vol. 112, pp. 33-53.
15. Ray P.D., Huang, B.W et al Reactive oxygen species (ROS) homeostasis and redox regulation and signaling. Cell Signaling, 2012, vol. 24, pp. 981-990.
16. Креславский В.Д., Аллахвердиев С.И. и др. Сигнальная роль активных форм кислорода при стрессе у растений. Физиология растений, 2012, т. 59, № 2, с. 163-178.
17. Ursini F., Maiorino M., Forman H.J. Redox homeostasis: the golden mean of healthy living. Redox Biology, 2016, vol. 8, pp. 205-215.
18. Секова В.Ю. и др. Окислительно-восстановительный статус экстремофильных дрожжей Yarrowia lipolytica при адаптации к рН-стрессу. Прикладная биох. и микробиол., 2015, т. 51, № 6, с. 570-577.
19. Sharma P., Sharma P., Reactive oxygen species, oxidative damage, and antioxidative defense mechanism in plants under stressful conditions. J. Bot., 2012, art. id 217037, pp. 1-26, doi:https://doi.org/10.1155/2012/217037.
20. Reczek C.R., Chandel N.S. ROS-dependent signal transduction. Current Opinion in Cell Biology, 2015, vol. 33, pp. 8-13.
21. Suzuki N., Suzuki N., Koussevitzky S. ROS and redox signalling in the response of plants to abiotic stress. Plant Cell Environ, 2012, vol. 35, no. 2, pp. 259-270.
22. Фрайкин Г.Я. Молекулярные механизмы деструктивных, защитных и регуляторных фотобиологических процессов. моногр. Фрайкин Г. Я.; М:000 “АР-консалт”, 2016, 88 с.
23. Подалько В.И. Влияние 2,4-динитрофенола на интенсивность окислительных процессов в печени крыс в длительном эксперименте. Успехи геронталогии, 2010, т. 23, № 1, с. 98-103.
24. Starkov A.A. Mild uncoupling of mitochondria. Bioscience Rep., 1997, vol. 17, no. 3, pp. 273-279.
25. Mоргунова Г.В., Кармушаков A.Ф. и др. Изучение влияния «мягкого разобщения»2,4-динитрофенолом на рост последующую гибель в стационарной фазе культуры клеток китайского хомячка. Вестн. Моск. Ун-Та. сер. 16. Биология, 2019, т. 74, № 3, с. 207-214.
26. Гумматова С.Т., Кочарли Н.К. и др. Влияние 2,4-динитрофенола на интенсивность мсек-ЗЭС АО в клетках дрожжей. Фундаментальные исследования, 2011 , № 11, с. 590-593.
