Новосибирск, Новосибирская область, Россия
Новосибирск, Новосибирская область, Россия
Тренды персонализированной медицины приводят к необходимости определять норму биологических параметров для каждого отдельного человека. Такая задача требует большой точности получаемых параметров и достаточно частого их измерения. Для обеспечения высокой точности в определении морфологических и функциональных параметров клеток крови хорошо себя зарекомендовал метод сканирующей проточной цитометрии (СПЦ). В рамках данной работы идет разработка системы безыгольной венепункции для обеспечения более комфортных условий забора крови при частом отслеживании своих параметров. Однако, хотя в такой системе и возможно делать в коже отверстия значительно меньше, чем позволяет игла, возникает вопрос могут ли столь маленькие отверстия повлиять на параметры клеток крови, измеряемые на СПЦ. В работе выявлен первый из возможных влияющих на параметры клеток крови факторов – сдвиговое напряжение. Было исследовано поведение параметров эритроцитов при прохождении игл различного диаметра. Проведено моделирование в COMSOL распределения действующих сил на поверхности эллипсоида (как модели тромбоцита и эритроцита) в двух случаях: свободного перемещения клетки в капилляре и для прикрепленной к подложке клетке.
эритроциты, анионный обмен, сдвиговое напряжение, сканирующий проточный цитометр
1. Robinson J.P., Roederer M. Flow cytometry strikes gold. Science, 2015, vol. 350, iss. 6262, pp. 739-740, doi:https://doi.org/10.1126/science.aad6770.
2. Giesecke C., Feher K., Von Volkmann K., Kirsch J., Radbruch A., Kaiser T. Determination of background, signal-to-noise, and dynamic range of a flow cytometer: A novel practical method for instrument characterization and standardization: Determination of Flow Cytometer’s SNR and DNR. Cytometry, 2017, vol. 91, iss. 11, pp. 1104-1114, doi:https://doi.org/10.1002/cyto.a.23250.
3. Yastrebova E.S., Konokhova A.I., Strokotov D.I., Karpenko A.A., Maltsev V.P., Chernyshev A.V. Proposed Dynamics of CDB3 Activation in Human Erythrocytes by Nifedipine Studied with Scanning Flow Cytometry. Cytometry, Part A, doi:https://doi.org/10.1002/cyto.a.23918.; ; EDN: https://elibrary.ru/SZWWMD
4. Gilev K.V. et al. Advanced consumable-free morphological analysis of intact red blood cells by a compact scanning flow cytometer. Cytometry, Part A, 2017, vol. 91, iss. 9, pp. 867-873, doi:https://doi.org/10.1002/cyto.a.23141.; ; EDN: https://elibrary.ru/XNEXFW
5. Lee H., Kim G., Lim C., Lee B., Shin S. A simple method for activating the platelets used in microfluidic platelet aggregation tests: Stirring-induced platelet activation. Biomicrofluidics, 2016, vol. 10, iss. 6, p. 064118, doi:https://doi.org/10.1063/1.4972077.
6. Shankaran H., Alexandridis P., Neelamegham S. Aspects of hydrodynamic shear regulating shear-induced platelet activation and self-association of von Willebrand factor in suspension. Blood, 2003, vol. 101, iss. 7, pp. 2637-2645, doi:https://doi.org/10.1182/blood-2002-05-1550.
7. Rahman S.M., Eichinger C.D., Hlady V. Effects of upstream shear forces on priming of platelets for downstream adhesion and activation. Acta Biomaterialia, 2018, vol. 73, pp. 228-235, doi:https://doi.org/10.1016/j.actbio.2018.04.002.
8. Sheriff J., Soares J.S., Xenos M., Jesty J., Bluestein D. Evaluation of Shear-Induced Platelet Activation Models Under Constant and Dynamic Shear Stress Loading Conditions Relevant to Devices. Ann Biomed Eng, 2013, vol. 41, iss. 6, pp. 1279-1296, doi:https://doi.org/10.1007/s10439-013-0758-x.
9. Koutsiaris A.G. et al. Volume flow and wall shear stress quantification in the human conjunctival capillaries and post-capillary venules in vivo. Biorheology, 2007, vol. 44, iss. 5-6, pp. 375-386.
10. Ilkan Z., Wright J.R., Goodall A.H., Gibbins J.M., Jones C.I., Mahaut-Smith M.P. Evidence for shear-mediated Ca2+ entry through mechanosensitive cation channels in human platelets and a megakaryocytic cell line. Journal of Biological Chemistry, 2017, vol. 292, iss. 22, pp. 9204-9217, doi:https://doi.org/10.1074/jbc.M116.766196.
11. Alemu Y., Bluestein D. Flow-induced Platelet Activation and Damage Accumulation in a Mechanical Heart Valve: Numerical Studies. Artificial Organs, 2007, vol. 31, iss. 9, pp. 677-688, doi:https://doi.org/10.1111/j.1525-1594.2007.00446.x.
12. Kroll M.H., Hellums J.D., McIntire L.V., Schafer A.I., Moake J.L. Platelets and shear stress. Blood, 1996, vol. 88, iss. 5, pp. 1525-1541.; DOI: https://doi.org/10.1182/blood.v88.5.1525.bloodjournal8851525; EDN: https://elibrary.ru/YAOZQK
13. Barthes-Biesel D. Motion of a spherical microcapsule freely suspended in a linear shear flow. J. Fluid Mech., 1980, vol. 100, iss. 4, pp. 831-853, doi:https://doi.org/10.1017/S0022112080001449.
14. Barthes-Biesel D., Rallison J.M. The time-dependent deformation of a capsule freely suspended in a linear shear flow. J. Fluid Mech., 1981, vol. 113, iss. 1, p. 251, doi:https://doi.org/10.1017/S0022112081003480.
15. Vahidkhah K., Diamond S.L., Bagchi P. Platelet Dynamics in Three-Dimensional Simulation of Whole Blood. Biophysical Journal, 2014, vol. 106, iss. 11, pp. 2529-2540, doi:https://doi.org/10.1016/j.bpj.2014.04.028.; ; EDN: https://elibrary.ru/UPJERJ
16. Doddi S.K., Bagchi P. Three-dimensional computational modeling of multiple deformable cells flowing in microvessels. Phys. Rev. E, 2009, vol. 79, iss. 4, p. 046318, doi:https://doi.org/10.1103/PhysRevE.79.046318.
17. Gilev K.V., Yurkin M.A., Chernyshova E.S., Strokotov D.I., Chernyshev A.V., Maltsev V.P. Mature red blood cells: from optical model to inverse light-scattering problem. Biomed Opt Express, 2016, vol. 7, iss. 4, pp. 1305-1310, doi:https://doi.org/10.1364/BOE.7.001305.; ; EDN: https://elibrary.ru/WSVEEZ
18. Yastrebova E.S. et al. Erythrocyte lysis and angle‐resolved light scattering measured by scanning flow cytometry result to 48 indices quantifying a gas exchange function of the human organism. Cytometry Pt A, 2022, doi:https://doi.org/10.1002/cyto.a.24554.; ; EDN: https://elibrary.ru/QXGMHD
